Pleuropneumonie contagieuse caprine

De La-chevre.

Mycoplasma capricolum ssp. capripneumoniae

Sommaire


SECTION I : MALADIE / AGENT INFECTIEUX

SYNONYMES / RENVOIS : pleuropneumonie contagieuse caprine, pleuropneumonie contagieuse de la chèvre, PPCC, pleuropneumonie contagieuse des petits ruminants. (1)


ÉTIOLOGIE / TAXONOMIE : (2,3,4)

Famille : Mycoplasmataceæ Genre : Mycoplasma Espèce : Mycoplasma capricolum ssp. capripneumoniae (Mccp)

Mccp était anciennement appelée Mycoplasma F38 (5)


CARACTÉRISTIQUES DE L'ORGANISME : (3,4,6)

  • Le mycoplasme est une bactérie aérobie très pléomorphe, résistante aux ß-lactames.
  • Le mycoplasme est au nombre des organismes unicellulaires les plus petits.
  • Il possède une membrane cellulaire constituée de trois couches; il est dépourvu de paroi cellulaire d'où son pléomorphisme et sa résistance aux lysozymes.
  • On le trouve sous différentes formes : petite cellule coccoïde, cellule gonflée de plus grande taille ou cellule filamenteuse de longueur variable, souvent ramifiée.
  • Le diamètre des colonies varie de 15 à 300 µm.


SURVEILLANCE :

La pleuropneumonie contagieuse caprine est une maladie à notification immédiate au Canada. Les propriétaires d'animaux, les vétérinaires et les laboratoires doivent immédiatement signaler au vétérinaire de district de l'ACIA la présence de tout animal infecté ou suspect.


DISTRIBUTION : (1,2)

  • La pleuropneumonie contagieuse caprine est une maladie non indigène au Canada.
  • On retrouve cette maladie en Afrique, au Moyen-Orient, en Europe de l'Est, dans l'ancienne Union soviétique et en Extrême Orient.



SECTION II : RISQUES ZOOSANITAIRES ET ÉPIDÉMIOLOGIE


MALADIE CLINIQUE / PATHOGENÈSE :

La pleuropneumonie contagieuse caprine est l'une des maladies mortelles des caprins les plus graves. Les signes cliniques de la maladie varient selon la région du globe. (1,5).

1) Signes cliniques : (1,2,5,6)

  • Forte fièvre (40,5ºC-41,5 ºC) et réticence à marcher.
  • Détresse respiratoire grave : toux et respiration laborieuse; parfois grognements ou bêlements manifestement dus à la douleur, plus tard dans l'évolution de la maladie.
  • Léthargie et anorexie possibles.
  • Souvent, peu de temps avant la mort, jetage nasal mousseux et salive filante, incapacité de se mouvoir, pattes très écartées et cou pouvant être raide et étiré.
  • Dans la forme aiguë, mort survenant en 7-10 jours, généralement.
  • Forme chronique pouvant apparaître dans les régions où la maladie est endémique; une proportion plus élevée des animaux malades se rétablit et un grand nombre deviennent porteurs de mycoplasmes.
  • Taux de mortalité de 70-100 %.


2) Dose infectieuse : inconnue.


3) Période d'incubation : (1,2)

  • Peut être courte (6-10 jours) ou aller jusqu'à 3-4 semaines.


SOURCE / MODE DE TRANSMISSION / TRANSMISSIBILITÉ : (1,2,6)

  • La maladie apparaît toujours après l'introduction d'un animal infecté dans un troupeau d'une espèce sensible.
  • Elle se transmet par contact direct, l'inhalation de gouttelettes de sécrétions respiratoires infectées.
  • Les animaux porteurs excrètent davantage d'organismes après une période de stress ou un changement brusque du climat.


VECTEURS :

  • Aucun


HÔTES : (2)

  • Les espèces caprines sont les seules touchées.


POTENTIEL ZOONOTIQUE : (2)

  • La pleuropneumonie contagieuse caprine n'est pas transmissible aux humains.


RÉSERVOIR : (2)

  • Porteurs chroniques de mycoplasmes à l'état latent.



SECTION III : DIAGNOSTIC


RÉSULTATS D'AUTOPSIE / D'HISTOPATHOLOGIE : (2,6)

  • Lésions uniquement à la cavité thoracique, pouvant toucher un seul poumon ou les deux.
  • Poumons atteints pouvant devenir entièrement solides, de couleur violette à grisâtre, et hépatisés, avec un aspect granulaire.
  • Pneumonie fibrineuse avec liquide jaunâtre à l'intérieur de la cage thoracique.
  • Adhérences possibles à la paroi de la cage thoracique, accompagnées d'un épaississement de la plèvre.


ÉCHANTILLONS À ENVOYER :

  • Liquide pleural.
  • Tissu lésionnel des poumons (fixé et à l'état frais).
  • Ganglions lymphatiques (à l'état frais).
  • Sérum.
  • Écouvillons passés sur les bronches principales, conservés dans du milieu de transport renfermant du sérum, de l'extrait de levure et de la pénicilline ou de l'ampicilline.


Tous les échantillons à l'état frais doivent être gardés à 4 ºC durant le transport.


Pour de plus amples renseignements concernant le type d'échantillons nécessaires pour le diagnostic de la pleuropneumonie contagieuse caprine, communiquer avec le Centre national des maladies animales exotiques du Canada :

Coordonnateur, Diagnostic
Centre national des maladies animales exotiques du Canada
1015 Arlington Street
Winnipeg (Manitoba) R3E 3M4
Tél. : (204) 789 2012
Téléc. : (204) 789-2038
Coordonnateur adjoint, Diagnostic
Centre national des maladies animales exotiques du Canada
1015 Arlington Street
Winnipeg (Manitoba) R3E 3M4
Tél. : (204) 789-2113
Téléc. : (204) 789-2143


DIAGNOSTIC DE LABORATOIRE : (6,7)

Identification de l'agent

  • Réaction en chaîne à la polymérase (PCR).
  • Culture


Tests sérologiques : pas entièrement validés. Conviennent pour le diagnostic d'un troupeau mais non d'animaux individuels. Peu sensibles et peu spécifiques.

  • Fixation du complément (FC).
  • Réaction d'hémagglutination passive.
  • Épreuve d'agglutination au latex.
  • Épreuve immunoenzymatique par compétition (cELISA).


SENSIBILITÉ AUX MÉDICAMENTS : (8)

  • Tylosine, 10 mg/kg IM par jour, pendant 3 jours.
  • Oxytétracycline, 15mg/kg.
  • Résistant à la pénicilline.
  • Vaccins disponibles dans certains pays.


DIAGNOSTIC DIFFÉRENTIEL : (2,5)

Les maladies suivantes peuvent donner des symptômes cliniques similaires à ceux de la pleuropneumonie contagieuse caprine :

  • Pasteurellose.
  • Peste des petits ruminants.
  • Autres infections à mycoplasmes causant une pneumonie.


SECTION IV : MÉTHODE DE DÉCONTAMINATION


Choisir un désinfectant homologué possédant un DIN (numéro d'identification du médicament). Utiliser la concentration et le temps de contact indiqués sur l'étiquette. Considérer la charge organique et la température. Il est recommandé que l'efficacité du désinfectant utilisé soit validée par le laboratoire à l'aide d'une méthode acceptée (ex. essai quantitatif de porteur). Le tableau 1 peut aider dans le choix d'un désinfectant homologué pouvant être utilisé contre Mycoplasma spp.



MATIÈRE ACTIVE
CONCENTRATION
TEMPS DE CONTACT
Détergents
Ioniques et non ioniques
Telle que requise
10 minutes (1,9)
Oxydants
Hypochlorite de sodium
2-3 % (20 000-30 000 ppm)
10-30 minutes (1,9)

Alcalis Hydroxyde de sodium
Carbonate de sodium
anhydre cristallisé

2 % (p/v)


4 % (p/v)
10 % (p/v) avec 1 % de détergent


10 minutes (1,9)

10 minutes (1,9)
30 minutes (1,9)

Aldéhydes
Formol
8% (v/v)
10-30 minutes (1,9)


INACTIVATION PHYSIQUE :

  • Mycoplasme inactivé à plus de 60 ºC. (10)



SURVIE À L'EXTÉRIEUR DE L'HÔTE :

  • Courte durée de vie de l'organisme à l'extérieur du corps de l'animal. (5)



SECTION V : DANGERS POUR LES HUMAINS AU LABORATOIRE

INFECTIONS CONTRACTÉES AU LABORATOIRE :

  • Aucune



PRÉCAUTIONS DE BIOSÉCURITÉ :

  • Aucune



SECTION VI : EXIGENCES PHYSIQUES ET OPÉRATIONNELLES

EXIGENCES DE CONFINEMENT :

Toutes les exigences de niveau 3 en matière de confinement physique et de pratiques opérationnelles, telles qu'elles sont énoncées dans les Normes sur le confinement des installations vétérinaires, doivent être satisfaites. On peut consulter ces normes à l'adresse suivante : http://www.inspection.gc.ca/francais/sci/lab/biof.shtml.


MATÉRIEL DE PROTECTION PERSONNELLE :

Laboratoire :

  • La protection primaire comprend des vêtements protecteurs (ex. tenue de chirurgien et bonnet) et des chaussures réservés au travail de laboratoire.
  • Il faut une deuxième couche de vêtements protecteurs (ex. blouse de laboratoire fermée sur le devant, avec poignets ajustés, 2 paires de gants) pour la manipulation directe de matériel infectieux.
  • Une protection respiratoire adéquate doit être portée pour la manipulation directe de matériel infectieux à l'extérieur de l'enceinte de biosécurité.
  • Prendre une douche en sortant du laboratoire.



Salle d'autopsie :

  • La protection primaire comprend des vêtements protecteurs (ex. tenue de chirurgien et bonnet) et des chaussures réservés au travail de laboratoire.
  • Il faut une deuxième couche de vêtements protecteurs (ex. blouse de laboratoire fermée sur le devant, avec poignets ajustés, 2 paires de gants) pour la manipulation directe de matériel infectieux.
  • Une protection respiratoire adéquate doit être portée pour la manipulation directe de matériel infectieux à l'extérieur de l'enceinte de biosécurité.
  • Prendre une douche en sortant de la salle d'autopsie.
  • Il faut des gants résistant aux coupures, une protection respiratoire adéquate, des bottes de caoutchouc à embout/cambrion d'acier.



INFORMATION SUR LA MANIPULATION

Déversement dans le laboratoire :

Le protocole à suivre en cas de déversement doit être établi, et il doit comprendre les points suivants :

  • déversements à l'intérieur de l'enceinte de biosécurité.
  • déversements à l'extérieur de l'enceinte de biosécurité.
  • déversements survenant lors d'opérations générant des aérosols.
  • au besoin, modification des procédures d'entrée et de sortie des locaux, utilisation d'EPI approprié, désinfection de la substance déversée et des environs, avec des précisions sur le temps de contact, la séquence des opérations de nettoyage et l'élimination du matériel contaminé.


Voir le tableau 1 pour les désinfectants à utiliser.


ENTREPOSAGE :

Toutes les cultures et tout le matériel infecté doivent être conservés dans des contenants étanches scellés, adéquatement étiquetés et portant clairement la mention : biorisque. L'accès aux matières infectieuses doit être contrôlé en tout temps. Conserver les renseignements pertinents sur l'utilisation, l'inventaire et l'élimination des matières infectieuses.


ÉLIMINATION :

Décontaminer tout le matériel infectieux par stérilisation à la vapeur, incinération ou désinfection chimique avant de l'éliminer.


BIBLIOGRAPHIE :

  1. Buisch W.W., Hyde, J.L., et C.A. Mebus. 2000. Foreign Animal Diseases, 6e éd., American Public Health Association, p. 147 et p. 161-169.
  2. The Center for Food Security and Public Health. « Contagious Caprine Pleuropneumonia Fact Sheet », 3 juin 2003. http://www.cfsph.iastate.edu/Factsheets/pdfs/
  3. contagious_caprine_pleuropneumonia.pdf.
  4. Murray, P.R., Baron, E.J., Pfaller, M.A., et al.1999. Manual of Clinical Microbiology, 7e éd., American Society for Microbiology, p. 782-783.
  5. Boone, D.R., Castenholz, R.W. et G.M. Garrity. 2001. Bergey's Manual of Systemic Bacteriology, 2e éd., vol. 1, « The Archaea and the Deeply Branching and Phototrophic Bacteria », Springer-Verlag, New York, p. 162.
  6. Radostits, O.M., Gay, C.C., Blood, D.C., et K.W. Hinchcliff. 2000. Veterinary Medicine, A Textbook of the Diseases of Cattle, Sheep, Pigs, Goats and Horses, 9e éd., W.B. Saunders Company Ltd, p. 1004-1005.
  7. Dr José Lopez. Cours théorique sur les maladies animales exotiques, 14 18 novembre 2005, St-Hyacinthe, Québec.
  8. OIE : Organisation mondiale de la santé animale. Manual of Diagnostic Tests and Vaccines for Terrestrial Animals, chapitre 2.4.6., « Contagious Caprine Pleuropneumonia », mise à jour le 23 juillet 2004.
  9. http://www.oie.int/eng/normes/mmanual/A_00072.htm.
  10. The Merck Veterinary Manual, « Contagious Caprine Pleuropneumonia Fact Sheet ». 2003.
  11. http://www.merckvetmanual.com/mvm/index.jsp?cfile=htm/bc
  12. /121503.htm&word=contagious%2ccaprine%2cpleuropneumonia.
  13. Australian Veterinary Emergency Plan. 2000. « Operational Procedures Manual: Decontamination », p. 50-51.
  14. de la Fe, C., Assuncao, P., Ramirez, A.S., et al. 2004. « Inactivation of Mycoplasma species involved in contagious agalactia ». Berln MunchTieraztl Wochenschr, 117(1-2), p. 1-5.

DERNIÈRE MISE À JOUR : 2005/12/19

PRÉPARÉE PAR : Division des biorisques, du confinement et de la sécurité, ACIA


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